刘鸣军等发现血管平滑肌表观遗传记忆新机制

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血管平滑肌通过调节肌肉收缩与放松来调控血管内径、血压以及血液流动。成熟的血管平滑肌不仅拥有特化的肌肉功能，还具备表型可塑性，即血管平滑肌可以进行可逆的去分化，失去平滑肌特异的收缩基因表达，重新获得细胞分裂、迁移和细胞外基质合成的能力【1,2】。在动脉粥样硬化中，平滑肌细胞追踪研究以及单细胞测序研究发现成熟血管平滑肌可以迁移到粥样病变中，并获得其他细胞系的基因标记及功能，包括巨噬细胞、间充质干细胞及软骨形成细胞【3,4】。在生理条件下，受调控的可逆细胞去分化在维持血管稳态起到重要作用，例如参与血管重塑与修复。血管平滑肌细胞如何在动态表型调控过程中维持其“平滑肌身份”并且限制其表观可塑性的机制仍有待阐明。

表观遗传在确立细胞身份及细胞分化过程中起关键作用。富集在平滑肌特异性基因上的组蛋白修饰H3K4me2被视为血管平滑肌的表观特性（epigenetic signature），因为无论平滑肌特异基因是否表达，在“分化”与“去分化”的平滑肌细胞中，H3K4me2都被稳定地保留在平滑肌特异基因启动子区域【5,6】。因此，具有特异性及稳定性的H3K4me2可能在维持平滑肌细胞身份的机制中扮演了重要角色，然而对其进行的功能性研究还未曾报道。

2021年9月27日，来自匹兹堡大学医学院血管药物研究所的Delphine Gomez教授团队在Developmental Cell上发表题为 H3K4 di-methylation governs smooth muscle lineage identity and promotes vascular homeostasis by restraining plasticity的研究论文，首次阐明富集在血管平滑肌特异基因上的H3K4me2在维持平滑肌细胞身份、平滑肌特异功能以及血管稳态方面起到重要作用，并且揭示了在平滑肌细胞中以H3K4me2为主导的表观遗传机制。

为了研究血管平滑肌特异基因上的H3K4me2功能，作者构建了特异的表观遗传编辑系统 (Myocd-LSD1)。该编辑系统利用血管平滑肌特异的转录辅助因子myocardin，将H3K4me2脱甲基酶（LSD1）特定的结合在血管平滑肌特异基因组（SMC-lineage specific genes）上，通过脱甲基酶的作用消除H3K4me2。作者发现H3K4me2去甲基化的平滑肌细胞失去其细胞特征及肌肉功能，并且强化了平滑肌细胞的表型可塑性。在体外实验中，与对照组相比，去除H3K4me2的平滑肌细胞更倾向获取其他细胞系的功能及表观遗传特征。

与活化或抑制组蛋白修饰不同，稳定的H3K4me2修饰是如何调控平滑肌特异基因组表达的呢？作者发现H3K4me2通过与DNA羟甲基化酶 (TET2) 相互作用来调控平滑肌特异基因启动子区域的DNA去甲基化。H3K4me2去甲基化极大减弱了TET2与平滑肌特异基因的结合，从而导致高水平的具有基因表达抑制性的DNA甲基化。

平滑肌细胞可逆的表性调控在维持血管稳定及血管修复中起到重要作用，作者发现H3K4me2去甲基化的平滑肌细胞不但失去其分化的肌肉特征，也削弱了其参与血管修复的功能。作者进一步探究发现H3K4me2去甲基化后的平滑肌细胞失去了由miR-145介导的细胞迁移及细胞骨架重组功能，而miR-145的表达也受到H3K4me2-TET2的调控。

综上，该研究通过构建全新的表观遗传编辑工具进行平滑肌特异基因组上的H3K4me2去甲基化，发现稳定组蛋白修饰H3K4me2通过作为TET2结合位点介导DNA去甲基化，在维持血管平滑肌细胞身份、特定功能以及限制平滑肌细胞表型可塑性方面起到重要作用。该研究为阐明了平滑肌细胞中存在的“表观遗传记忆”机制，为血管平滑肌介导的心血管疾病防治提供了新的线索。

匹兹堡大学医学院博士生刘鸣军为文章第一作者，Delphine Gomez教授为通讯作者。匹兹堡大学Adam Straub教授，弗吉尼亚大学Gary K. Owens教授及耶鲁大学Kathleen A. Martin教授为本研究提供了重要帮助。

原文链接：

https://doi.org/10.1016/j.devcel.2021.09.001

参考文献

1. Liu M and Gomez D. Smooth Muscle Cell Phenotypic Diversity. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2019;39:1715-1723.

2. Owens GK. Molecular control of vascular smooth muscle cell differentiation and phenotypic plasticity. Novartis Found Symp. 2007;283:174-91; discussion 191-3, 238-41.

3. Dobnikar L, Taylor AL, Chappell J, Oldach P, Harman JL, Oerton E, Dzierzak E, Bennett MR, Spivakov M and Jorgensen HF. Disease-relevant transcriptional signatures identified in individual smooth muscle cells from healthy mouse vessels (vol 9, 4567, 2018). Nature Communications. 2018;9.

4. Shankman LS, Gomez D, Cherepanova OA, Salmon M, Alencar GF, Haskins RM, Swiatlowska P, Newman AAC, Greene ES, Straub AC, Isakson B, Randolph GJ and Owens GK. KLF4-dependent phenotypic modulation of smooth muscle cells has a key role in atherosclerotic plaque pathogenesis. Nature Medicine. 2015;21:628-637.

5. Gomez D, Shankman LS, Nguyen AT and Owens GK. Detection of histone modifications at specific gene loci in single cells in histological sections. Nat Methods. 2013;10:171-177.

6. McDonald OG, Wamhoff BR, Hoofnagle MH and Owens GK. Control of SRF binding to CArG box chromatin regulates smooth muscle gene expression in vivo. Journal of Clinical Investigation. 2006;116:36-48.

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